Сохранность форменных элементов крови под защитой комбинированного криоконсерванта при низкотемпературной заморозке
Аннотация
Обоснование. Криоконсервация нашла широко применение для различных целей, однако недостатки существующих криопротекторных агентов приводят к потере функциональности клеток, что может негативно сказаться на дальнейшем использовании сохраненного материала. Разработка эффективных криоконсервантов является актуальной задачей, требующей поиска низкотоксичных биосовместимых криоагентов.
Материалы и методы. Исследование проведено на 30 добровольцах донорах в возрасте 18-23 лет, из числа которых были сформированы две группы. Объект исследования венозная кровь. Состав разработанного комбинированного криоконсерванта: глицерин, диметилсульфоксид, лактулоза, натрия аденозинтрифосфат, изотонический раствор хлорида натрия. Проводили общий анализ крови и компьютерное цитоморфометрическое исследование. Статистическая обработка данных осуществлялась с помощью пакета прикладных программ IBM SPSS Statistic 23.0.
Цель. Оценка сохранности форменных элементов клеток крови под защитой разработанного комбинированного криоконсерванта при низкотемпературной заморозке (–80 °С).
Результаты. В ходе исследования в условиях сохранения образцов крови с применением комбинированного криоконсерванта после суточного замораживания при температуре –80°С процент сохранности форменных элементов клеток крови лейкоцитов, эритроцитов, тромбоцитов составил 52,5±2,51%, 78,07±2,24%, 52,9±2,13% соответственно в сравнении с контрольными образцами (p <0,05).
Заключение. Выявлена морфологическая и функциональная сохранность форменных элементов крови с использованием комбинированного криоконсерванта при низкотемпературной заморозке (–80°С) в течении одних суток. Дальнейшие исследования в этой области будут способствовать повышению эффективности и безопасности криоконсервации, открывая новые возможности для медицины и биологии.
EDN: CUBZQM
Скачивания
Литература
Андрусенко, С. Ф., Власов, А. А., Рыбчинская, Э. Е., & Сорокина, У. Е. (2024). Криопротектор для цельной крови. Патент Российской Федерации № 2816446. EDN: https://elibrary.ru/PIKVMJ
Ветошкин, К. А., Утемов, С. В., Шерстнев, Ф. С., Князев, М. Г., & Костяев, А. А. (2015). Результаты криоконсервирования донорских тромбоцитных концентратов при низких и ультранизких температурах. Трансфузиология, 16(2), 22–28. EDN: https://elibrary.ru/VVHTIX
Власов, А. А., & Андрусенко, С. Ф. (2025). Криопротектор для цельной крови при низкотемпературной заморозке. Патент Российской Федерации № 2837538. EDN: https://elibrary.ru/OSKJAS
Власов, А. А., Андрусенко, С. Ф., Анфиногенова, О. И., Эльканова, А. Б., Каданова, А. А., Сорокина, У. Е., и др. (2024). Использование лактулозы в составе криоконсерванта для сохранения клеток крови. Медицина экстремальных ситуаций, 26(4), 141–148. https://doi.org/10.47183/mes.2024-26-4-141-148. EDN: https://elibrary.ru/IAWWVD
Власов, А. А., Андрусенко, С. Ф., Денисова, Е. В., Эльканова, А. Б., Каданова, А. А., Мельченко, Е. А., и др. (2024). Морфофункциональное состояние криоконсервированных форменных элементов крови при умеренно низких температурах. Вестник РГМУ, (5), 73–79. https://doi.org/10.24075/vrgmu.2024.038. EDN: https://elibrary.ru/XCWDAK
Заикина, Е. В., Гончарова, А. С., Позднякова, В. В., Пандова, О. В., Пржедецкий, Ю. В., Воловик, В. Г., и др. (2022). Обзор современных методов криоконсервации различных видов биологического материала. Современные проблемы науки и образования, (4). https://science-education.ru/ru/article/view?id=31790 (дата обращения: 03.05.2025). https://doi.org/10.17513/spno.31790. EDN: https://elibrary.ru/RKRSTU
Кирьянова, Г. Ю., Волкова, С. Д., Касьянов, А. Д., Гришина, Г. В., Голованова, И. С., & Чечеткин, А. В. (2017). Криоконсервирование эритроцитов при температурах −40∘C и −80∘C. Вестник Международной академии холода, (1), 72–78. https://doi.org/10.21047/1606-4313-2017-16-1-72-78. EDN: https://elibrary.ru/YKOPCT
Кит, О. И., Гненная, Н. В., Филиппова, С. Ю., Чембарова, Т. В., Лысенко, И. Б., Новикова, И. А., и др. (2023). Криоконсервация гемопоэтических стволовых клеток периферической крови в трансплантологии: современное состояние и перспективы. Кардиоваскулярная терапия и профилактика, 22(11), 124–133. https://doi.org/10.15829/1728-8800-2023-3691. EDN: https://elibrary.ru/YTCTTM
Скирко, О. П., Мешков, А. Н., Ефимова, И. А., Куценко, В. А., Киселева, А. В., Покровская, М. С., и др. (2020). Срок хранения образцов цельной крови в биобанке и выход выделенной из неё дезоксирибонуклеиновой кислоты при проведении генетических исследований. Кардиоваскулярная терапия и профилактика, 19(6), 2726. https://doi.org/10.15829/1728-8800-2020-2726. EDN: https://elibrary.ru/QHUGAO
Файзуллина, Р. М., Гафурова, Р. Р., Маркелов, В. А., Викторов, В. В., & Данилко, К. В. (2022). Опыт использования и оценка эффективности коммерческого набора для экстракции геномной ДНК из цельной размороженной крови. Медицинский вестник Башкортостана, 17(5), 28–34. EDN: https://elibrary.ru/NFNATC
Худяков, А. Н. (2010). Возможность сохранения функций лейкоцитов крови при температуре −80∘C под защитой различных криозащитных сред. Молодой учёный, (8), 2, 206–209. https://moluch.ru/archive/19/1868. EDN: https://elibrary.ru/MUAXGX
Широких, И. Г., Полежаева, Т. В., Широких, А. А., Худяков, А. Н., Сергушкина, М. И., Назарова, Я. И., и др. (2020). Криозащитные свойства полисахаридсодержащей фракции Hericium erinaceus БП 16. Известия РАН. Серия биологическая, (1), 5–11. https://doi.org/10.31857/s0002332920010129. EDN: https://elibrary.ru/BKZXES
Ait Aissa, A., & Aider, M. (2014). Lactulose: Production and use in functional food, medical and pharmaceutical applications. Practical and critical review. International Journal of Food Science and Technology, 49(5), 1245–1253. https://doi.org/10.1111/ijfs.12465
Awan, M., Buriak, I., Fleck, R., Fuller, B., Goltsev, A., Kerby, J., et al. (2020). Dimethyl sulfoxide: A central player since the dawn of cryobiology, is efficacy balanced by toxicity? Regenerative Medicine, 15(3), 1463–1491. https://doi.org/10.2217/rme-2019-0145. EDN: https://elibrary.ru/UGCADO
Blackwell, A. D., Garcia, A. R., Keivanfar, R. L., & Bay, S. (2021). A field method for cryopreservation of whole blood from a finger prick for later analysis with flow cytometry. American Journal of Physical Anthropology, 174(4), 670–685. https://doi.org/10.1002/ajpa.24251. EDN: https://elibrary.ru/GXRSYE
Bojic, S., Murray, A., Bentley, B. L., Spindler, R., Pawlik, P., Cordeiro, J. L., et al. (2021). Winter is coming: The future of cryopreservation. BMC Biology, 19, 56. https://doi.org/10.1186/s12915-021-00976-8. EDN: https://elibrary.ru/SWFGPB
Dayal, R., Beyls, E., Vral, A., & Baeyens, A. (2024). The micronucleus assay on cryopreserved whole blood. Journal of Visualized Experiments, (204). https://doi.org/10.3791/65855. EDN: https://elibrary.ru/XGJTIM
Yuying, H., Xiangjian, L., Fenglin, L., Jingxian, X., Qubo, Z., & Songwen, T. (2023). Trehalose in biomedical cryopreservation — properties, mechanisms, delivery methods, applications, benefits, and problems. ACS Biomaterials Science & Engineering, 9(3), 1190–1204. https://doi.org/10.1021/acsbiomaterials.2c01225. EDN: https://elibrary.ru/AXEHNA
Guerreiro, B. M., Dionísio, M. M., Lima, J. C., Silva, J. C., & Freitas, F. (2024). Cryoprotective polysaccharides with ordered gel structures induce ice growth anticipation and survival enhancement during cell cryopreservation. Biomacromolecules, 25(6), 3384–3397. https://doi.org/10.1021/acs.biomac.4c00040. EDN: https://elibrary.ru/AZLCIT
Jahan, S., Kaushal, R., Pasha, R., & Pineault, N. (2021). Current and future perspectives for the cryopreservation of cord blood stem cells. Transfusion Medicine Reviews, 35(2), 95–102. https://doi.org/10.1016/j.tmrv.2021.01.003. EDN: https://elibrary.ru/FTVUSW
Janis, B. R., Priddy, M. C., Otto, M. R., Kopechek, J. A., & Menze, M. A. (2021). Sonoporation enables high throughput loading of trehalose into red blood cells. Cryobiology, 98, 73–79. https://doi.org/10.1016/j.cryobiol.2020.12.005. EDN: https://elibrary.ru/OWXAFO
Killer, J., Bunešová, V. N., Modráčková, N., Vlková, E., Pechar, R., & Šplíchal, I. (2023). Lactulose in combination with soybean lecithin has a cryoprotective effect on probiotic taxa of bifidobacteria and Lactobacillaceae. Letters in Applied Microbiology, 76(2), ovad008. https://doi.org/10.1093/lambio/ovad008. EDN: https://elibrary.ru/OTVQSB
Li, J., Wang, H., Wang, L., Yu, D., & Zhang, X. (2024). Stabilization effects of saccharides in protein formulations: A review of sucrose, trehalose, cyclodextrins and dextrans. European Journal of Pharmaceutical Sciences, 192. https://doi.org/10.1016/j.ejps.2023.106625. EDN: https://elibrary.ru/SSJICX
Wang, Y., Gao, S., Zhu, K., Ren, L., & Yuan, X. (2023). Integration of trehalose lipids with dissociative trehalose enables cryopreservation of human RBCs. ACS Biomaterials Science & Engineering, 9(1), 498–507. https://doi.org/10.1021/acsbiomaterials.2c01154. EDN: https://elibrary.ru/YKELHI
Whaley, D., Damyar, K., Witek, R. P., Mendoza, A., Alexander, M., & Lakey, J. R. (2021). Cryopreservation: An overview of principles and cell specific considerations. Cell Transplantation, 30. https://doi.org/10.1177/0963689721999617. EDN: https://elibrary.ru/YKOESK
Xiangjian, L., Yuxin, P., Fenglin, L., Yongju, H., Qubo, Z., Zhaolin, L., et al. (2021). A review of the material characteristics, antifreeze mechanisms, and applications of cryoprotectants (CPAs). Journal of Nanomaterials, 2, 1–14. https://doi.org/10.1155/2021/9990709. EDN: https://elibrary.ru/KBKQFX
Xu, B., Wang, Z., Wang, R., Song, G., Zhang, Y., Su, R., et al. (2022). Metabolomics analysis of buck semen cryopreserved with trehalose. Frontiers in Genetics, 13. https://doi.org/10.3389/fgene.2022.938622. EDN: https://elibrary.ru/TLXLFU
Yamagata, H., Kobayashi, A., Tsunedomi, R., Seki, T., Kobayashi, M., Hagiwara, K., et al. (2021). Optimized protocol for the extraction of RNA and DNA from frozen whole blood sample stored in a single EDTA tube. Scientific Reports, 11. https://doi.org/10.1038/s41598-021-96567-2. EDN: https://elibrary.ru/VYIOUR
Yao, J., Shen, L., Chen, Z., Zhang, B., & Zhao, G. (2022). Hydrogel microencapsulation enhances cryopreservation of red blood cells with trehalose. ACS Biomaterials Science & Engineering, 8(5), 2066–2075. https://doi.org/10.1021/acsbiomaterials.2c00051. EDN: https://elibrary.ru/ENJISC
Zhong, Y., McGrath, J. K., & Gong, B. (2021). Dipropinonates of sugar alcohols as water soluble, nontoxic CPAs for DMSO free cell cryopreservation. ACS Biomaterials Science & Engineering, 7(10), 4757–4762. https://doi.org/10.1021/acsbiomaterials.1c00995. EDN: https://elibrary.ru/DKIIJK
References
Andrusenko, S. F., Vlasov, A. A., Rybinskaya, E. E., & Sorokina, U. E. (2024). Cryoprotectant for whole blood. Russian Federation Patent № 2816446. EDN: https://elibrary.ru/PIKVMJ
Vetoshkin, K. A., Utemov, S. V., Sherstnev, F. S., Knyazev, M. G., & Kostyaev, A. A. (2015). Results of cryopreservation of donor platelet concentrates at low and ultra low temperatures. Transfusiology, 16(2), 22–28. EDN: https://elibrary.ru/VVHTIX
Vlasov, A. A., & Andrusenko, S. F. (2025). Cryoprotectant for whole blood during low temperature freezing. Russian Federation Patent № 2837538. EDN: https://elibrary.ru/OSKJAS
Vlasov, A. A., Andrusenko, S. F., Anfinogenova, O. I., Elkanova, A. B., Kadanova, A. A., Sorokina, U. E., et al. (2024). Use of lactulose in the composition of a cryopreservative for preserving blood cells. Medicine of Extreme Situations, 26(4), 141–148. https://doi.org/10.47183/mes.2024-26-4-141-148. EDN: https://elibrary.ru/IAWWVD
Vlasov, A. A., Andrusenko, S. F., Denisova, E. V., Elkanova, A. B., Kadanova, A. A., Melchenko, E. A., et al. (2024). Morphofunctional state of cryopreserved formed blood elements at moderately low temperatures. Bulletin of RSMU, (5), 73–79. https://doi.org/10.24075/vrgmu.2024.038. EDN: https://elibrary.ru/XCWDAK
Zaikina, E. V., Goncharova, A. S., Pozdnyakova, V. V., Pandova, O. V., Przhedetsky, Yu. V., Volovik, V. G., et al. (2022). Review of modern methods of cryopreservation of various types of biological material. Modern Problems of Science and Education, (4). https://science-education.ru/ru/article/view?id=31790 (accessed: 03.05.2025). https://doi.org/10.17513/spno.31790. EDN: https://elibrary.ru/RKRSTU
Kiryanova, G. Yu., Volkova, S. D., Kasyanov, A. D., Grishina, G. V., Golovanova, I. S., & Chechetkin, A. V. (2017). Cryopreservation of erythrocytes at temperatures −40∘C and −80∘C. Bulletin of the International Academy of Cold, (1), 72–78. https://doi.org/10.21047/1606-4313-2017-16-1-72-78. EDN: https://elibrary.ru/YKOPCT
Kit, O. I., Gnennaya, N. V., Filippova, S. Yu., Chembarova, T. V., Lysenko, I. B., Novikova, I. A., et al. (2023). Cryopreservation of hematopoietic stem cells from peripheral blood in transplantology: current state and prospects. Cardiovascular Therapy and Prevention, 22(11), 124–133. https://doi.org/10.15829/1728-8800-2023-3691. EDN: https://elibrary.ru/YTCTTM
Skirko, O. P., Meshkov, A. N., Efimova, I. A., Kutsenko, V. A., Kiseleva, A. V., Pokrovskaya, M. S., et al. (2020). Storage period of whole blood samples in a biobank and the yield of deoxyribonucleic acid isolated from it during genetic studies. Cardiovascular Therapy and Prevention, 19(6), 2726. https://doi.org/10.15829/1728-8800-2020-2726. EDN: https://elibrary.ru/QHUGAO
Fayzullina, R. M., Gafurova, R. R., Markelov, V. A., Viktorov, V. V., & Danilko, K. V. (2022). Experience of using and evaluation of the effectiveness of a commercial kit for genomic DNA extraction from whole thawed blood. Medical Bulletin of Bashkortostan, 17(5), 28–34. EDN: https://elibrary.ru/NFNATC
Khudyakov, A. N. (2010). Possibility of preserving blood leukocyte functions at −80∘C under protection of various cryoprotective media. Young Scientist, (8), 2, 206–209. https://moluch.ru/archive/19/1868. EDN: https://elibrary.ru/MUAXGX
Shirokikh, I. G., Polezhaeva, T. V., Shirokikh, A. A., Khudyakov, A. N., Sergushkina, M. I., Nazarova, Ya. I., et al. (2020). Cryoprotective properties of the polysaccharide containing fraction of Hericium erinaceus BP 16. Proceedings of the Russian Academy of Sciences. Biological Series, (1), 5–11. https://doi.org/10.31857/s0002332920010129. EDN: https://elibrary.ru/BKZXES
Ait Aissa, A., & Aider, M. (2014). Lactulose: Production and use in functional food, medical and pharmaceutical applications. Practical and critical review. International Journal of Food Science and Technology, 49(5), 1245–1253. https://doi.org/10.1111/ijfs.12465
Awan, M., Buriak, I., Fleck, R., Fuller, B., Goltsev, A., Kerby, J., et al. (2020). Dimethyl sulfoxide: A central player since the dawn of cryobiology, is efficacy balanced by toxicity? Regenerative Medicine, 15(3), 1463–1491. https://doi.org/10.2217/rme-2019-0145. EDN: https://elibrary.ru/UGCADO
Blackwell, A. D., Garcia, A. R., Keivanfar, R. L., & Bay, S. (2021). A field method for cryopreservation of whole blood from a finger prick for later analysis with flow cytometry. American Journal of Physical Anthropology, 174(4), 670–685. https://doi.org/10.1002/ajpa.24251. EDN: https://elibrary.ru/GXRSYE
Bojic, S., Murray, A., Bentley, B. L., Spindler, R., Pawlik, P., Cordeiro, J. L., et al. (2021). Winter is coming: The future of cryopreservation. BMC Biology, 19, 56. https://doi.org/10.1186/s12915-021-00976-8. EDN: https://elibrary.ru/SWFGPB
Dayal, R., Beyls, E., Vral, A., & Baeyens, A. (2024). The micronucleus assay on cryopreserved whole blood. Journal of Visualized Experiments, (204). https://doi.org/10.3791/65855. EDN: https://elibrary.ru/XGJTIM
Yuying, H., Xiangjian, L., Fenglin, L., Jingxian, X., Qubo, Z., & Songwen, T. (2023). Trehalose in biomedical cryopreservation — properties, mechanisms, delivery methods, applications, benefits, and problems. ACS Biomaterials Science & Engineering, 9(3), 1190–1204. https://doi.org/10.1021/acsbiomaterials.2c01225. EDN: https://elibrary.ru/AXEHNA
Guerreiro, B. M., Dionísio, M. M., Lima, J. C., Silva, J. C., & Freitas, F. (2024). Cryoprotective polysaccharides with ordered gel structures induce ice growth anticipation and survival enhancement during cell cryopreservation. Biomacromolecules, 25(6), 3384–3397. https://doi.org/10.1021/acs.biomac.4c00040. EDN: https://elibrary.ru/AZLCIT
Jahan, S., Kaushal, R., Pasha, R., & Pineault, N. (2021). Current and future perspectives for the cryopreservation of cord blood stem cells. Transfusion Medicine Reviews, 35(2), 95–102. https://doi.org/10.1016/j.tmrv.2021.01.003. EDN: https://elibrary.ru/FTVUSW
Janis, B. R., Priddy, M. C., Otto, M. R., Kopechek, J. A., & Menze, M. A. (2021). Sonoporation enables high throughput loading of trehalose into red blood cells. Cryobiology, 98, 73–79. https://doi.org/10.1016/j.cryobiol.2020.12.005. EDN: https://elibrary.ru/OWXAFO
Killer, J., Bunešová, V. N., Modráčková, N., Vlková, E., Pechar, R., & Šplíchal, I. (2023). Lactulose in combination with soybean lecithin has a cryoprotective effect on probiotic taxa of bifidobacteria and Lactobacillaceae. Letters in Applied Microbiology, 76(2), ovad008. https://doi.org/10.1093/lambio/ovad008. EDN: https://elibrary.ru/OTVQSB
Li, J., Wang, H., Wang, L., Yu, D., & Zhang, X. (2024). Stabilization effects of saccharides in protein formulations: A review of sucrose, trehalose, cyclodextrins and dextrans. European Journal of Pharmaceutical Sciences, 192. https://doi.org/10.1016/j.ejps.2023.106625. EDN: https://elibrary.ru/SSJICX
Wang, Y., Gao, S., Zhu, K., Ren, L., & Yuan, X. (2023). Integration of trehalose lipids with dissociative trehalose enables cryopreservation of human RBCs. ACS Biomaterials Science & Engineering, 9(1), 498–507. https://doi.org/10.1021/acsbiomaterials.2c01154. EDN: https://elibrary.ru/YKELHI
Whaley, D., Damyar, K., Witek, R. P., Mendoza, A., Alexander, M., & Lakey, J. R. (2021). Cryopreservation: An overview of principles and cell specific considerations. Cell Transplantation, 30. https://doi.org/10.1177/0963689721999617. EDN: https://elibrary.ru/YKOESK
Xiangjian, L., Yuxin, P., Fenglin, L., Yongju, H., Qubo, Z., Zhaolin, L., et al. (2021). A review of the material characteristics, antifreeze mechanisms, and applications of cryoprotectants (CPAs). Journal of Nanomaterials, 2, 1–14. https://doi.org/10.1155/2021/9990709. EDN: https://elibrary.ru/KBKQFX
Xu, B., Wang, Z., Wang, R., Song, G., Zhang, Y., Su, R., et al. (2022). Metabolomics analysis of buck semen cryopreserved with trehalose. Frontiers in Genetics, 13. https://doi.org/10.3389/fgene.2022.938622. EDN: https://elibrary.ru/TLXLFU
Yamagata, H., Kobayashi, A., Tsunedomi, R., Seki, T., Kobayashi, M., Hagiwara, K., et al. (2021). Optimized protocol for the extraction of RNA and DNA from frozen whole blood sample stored in a single EDTA tube. Scientific Reports, 11. https://doi.org/10.1038/s41598-021-96567-2. EDN: https://elibrary.ru/VYIOUR
Yao, J., Shen, L., Chen, Z., Zhang, B., & Zhao, G. (2022). Hydrogel microencapsulation enhances cryopreservation of red blood cells with trehalose. ACS Biomaterials Science & Engineering, 8(5), 2066–2075. https://doi.org/10.1021/acsbiomaterials.2c00051. EDN: https://elibrary.ru/ENJISC
Zhong, Y., McGrath, J. K., & Gong, B. (2021). Dipropinonates of sugar alcohols as water soluble, nontoxic CPAs for DMSO free cell cryopreservation. ACS Biomaterials Science & Engineering, 7(10), 4757–4762. https://doi.org/10.1021/acsbiomaterials.1c00995. EDN: https://elibrary.ru/DKIIJK
Copyright (c) 2025 Aleksandr A. Vlasov, Svetlana F. Andrusenko, Evgeniya V. Denisova, Aishat B. Elkanova, Dmitry A. Bogoslovsky, Inna V. Sivun
Это произведение доступно по лицензии Creative Commons «Attribution-NonCommercial-NoDerivatives» («Атрибуция — Некоммерческое использование — Без производных произведений») 4.0 Всемирная.
