ЭПИЗООТИЧЕСКАЯ СИТУАЦИЯ В ОТНОШЕНИИ ГЕМОПАРАЗИТАРНЫХ ЗАБОЛЕВАНИЙ СЕЛЬСКОХОЗЯЙСТВЕННЫХ ЖИВОТНЫХ В ИРКУТСКОЙ ОБЛАСТИ
Аннотация
Актуальность. Анаплазмозы и бабезиозы крупного и мелкого рогатого скота и тейлериозы лошадей – это группа природно-очаговых трансмиссивных заболеваний, которые наносят значительный экономический ущерб скотоводству и коневодству всего мира. На территории Байкальского региона эти заболевания и их возбудители остаются мало исследованными.
Цель: изучить эпизоотическую ситуацию по кровепаразитарным заболеваниям сельскохозяйственных животных в Иркутской области, установить видовую принадлежность выявленных возбудителей и их генетическое разнообразие.
Материалы и методы. На наличие ДНК Babesia spp./Theileria spp. и Anaplasma spp. исследовано 659 образцов крови лошадей, 579 образцов крови овец, 25 образцов крови коз и 647 образцов крови КРС. Для детекции бабезий и тейлерий использована гнездовая двухраундовая ПЦР с праймерами из области гена 18S рРНК, а для выявления ДНК анаплазм с праймерами из области гена 16S рРНК. Для изучения генетического разнообразия выявленных возбудителей проводилось выборочное секвенирование образцов с последующим филогенетическим анализом.
Результаты. ДНК Anaplasma spp. была детектирована в образцах крови мелкого рогатого скота (МРС) из 12 районов области. Инфицированность овец и коз составила 68,7±1,9% и 68%±9,3% соответственно. Определены нуклеотидные последовательности фрагмента гена 16S рРНК у 68 образцов A. ovis из крови овец и коз. Исследованные последовательности были консервативными по исследованному гену и различались между собой по двум гетерозиготным сайтам гена (T/C и G/A нуклеотидные замены). Они соответствовали последовательностям типового штамма Haibei (CP015994), а также последовательностям A. ovis, обнаруженным ранее в крови овец из Алтая (Россия) и Монголии, оленей и клещей D. niveus и D. nuttalli из Китая.
ДНК Babesia spp./Theileria spp. обнаружена в образцах крови лошадей, из 13 районов области. Средняя инфицированность лошадей составила 64,2%±1,9%. В крови обследуемых лошадей обнаружено два этиологических агента пироплазмоза лошадей: T. equi (генетические группы А и Е) и B. caballi. Определенные последовательности гена 18S рРНК B. caballi (длиной 700-1146 н.п.) были идентичны между собой и отличались не менее десятью заменами и одной делецией от последовательностей, доступных в базе данных GenBank. При этом наибольшее сходство наблюдалось с последовательностями B. caballi, обнаруженными в крови лошади из Бразилии (KY952238), клещах из Казахстана (MN907451) и Китая (MN173021).
В крови крупного рогатого скота ДНК анаплазм и бабезий не выявлена.
Заключение: получены данные, свидетельствующие о широком распространении очагов анаплазмоза МРС и пироплазмоза лошадей на территории Иркутской области и необходимости продолжения мониторинга за их эпизоотическим состоянием.
Скачивания
Литература
Список литературы
Выявление Theileria equi в крови лошадей на территории Иркутской области / Федулина О.О., Сунцова О.В., Рар В.А., Мельцов И.В., Козлова И.В., Лисак О.В., Чекушкина В.В. // Acta Biomedica Scientifica (East Siberian Biomedical Journal). 2014. № 6 (100). С. 101-104.
Гемоспоридозы сельскохозяйственных, домашних и диких животных на территории Российской Федерации / Самойловская Н.А., Успенский А.В., Новосад Е.В., Гулюкин Е.А., Малышева Н.С., Буренок А.С., Орлова И.И., Белоусова И.Н. // Российский паразитологический журнал. 2015. № 3. С. 37-44.
Гулюкин М.И., Заблоцкий В.Т., Белименко В.В. Мониторинг эпизоотической ситуации по протозойным кровепаразитарным болезням домашних животных в Российской Федерации (2007-2012) // Российский ветеринарный журнал. Сельскохозяйственные животные. 2013. № 4. С. 32-34.
Идентификация и генетическая характеризация этиологического агента пироплазмидоза лошадей на территории Западной и Восточной Сибири / Рар В.А., Марченко В.А., Ефремова Е.А., Сунцова О.В., Лисак О.В., Тикунов А.Ю., Мельцов И.В., Тикунова Н.В. // Вавиловский журнал генетики и селекции. 2018. Т. 22. № 2. С. 224-229.
Молекулярно-генетический анализ возбудителей анаплазмозов сельскохозяйственных животных на территории Западной и Восточной Сибири / Рар В.А., Епихина Т.И., Ефремова Е.А., Марченко В.А., Сунцова О.В., Лисак О.В., Дорошенко Е.К., Зубарева И.М., Тикунов А.Ю., Тикунова Н.В. // Бюллетень ВСНЦ СО РАМН. 2015. №5 (105). С. 83-87.
Эпизоотическая ситуация по анаплазмозу мелких жвачных животных на территории Иркутской области / Сунцова О.В., Рар В.А., Лисак О.В., Мельцов И.В., Дорощенко Е.К., Савинова Ю.С., Тикунов А.Ю., Козлова И.В.
// Acta Biomedica Scientifica (East Siberian Biomedical Journal). 2021. Vol. 6. № 1. С. 60-68.
Aktas M., Özübek S. Anaplasma ovis genetic diversity detected by major surface protein 1a and its prevalence in small ruminants // Vet. Microbiol. 2018. Vol. 217. pp. 13-17. https://doi.org/10.1016/j.vetmic.2018.02.026
Anaplasma phagocytophilum uses common strategies for infection of ticks and vertebrate hosts / de la Fuente J., Estrada-Peña A., Cabezas-Cruz A., Kocan K.M. // Trends Microbiol. 2016. Vol. 24. P. 173-180. https://doi.org/10.1016/j.tim.2015.12.001
A review on the ecoepidemiology and clinical management of human granulocytic anaplasmosis and its agent in Europe / Matei I.A., Estrada-Peña A., Cutler S.J., Vayssier-Taussat M., Varela-Castro L., Potkonjak A., Zeller H., Mihalca A.D. // Parasites &Vectors. 2019. Vol. 12. P. 599.
At least two genetically distinct large Babesia species infective to sheep and goats in China / Liu A.H., Yin H., Guan G.Q., Schnittger L., Liu Z.J., Ma M.L., Dang Z.S., Liu J.L., Ren Q.Y., Bai Q., Ahmed J.S., Luo J.X. // Vet. Parasitol . 2007. 20. Vol. 147(3-4). P. 246-51. https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2007.03.032
Aubry P., Geale D.W. A review of bovine anaplasmosis // Transbound Emerg. Dis. 2011. Vol. 58(1). P. 1-30. https://doi.org/10.1111/j.1865-1682.2010.01173.x
Babesia ovis as the main causative agent of sheep Babesiosis in Iran / Ranjbar-Bahadori S., Eckert B., Omidian Z., Sadr Shirazi N., Shayan P. Parasitol Res. 2012. Vol. 110. P. 1531-1536. https://doi.org/10.1007/s00436-011-2658-z
Discovery of a novel species, Theileria haneyi n.sp., infective to equids, highlights exceptional genomic diversity within the genus Theileria: Implications for apicomplexan parasite surveillance / Knowles D.P., Kappmeyer L.S., Haney D., Herndon D.R., Fry L.M., Munro J.B., Sears K., Ueti M.W., Wise L.N., Silva M., Schneider D.A., Grause J., White S.N., Tretina K., Bishop R.P., Odongo D.O., Pelzel-McCluskey A.M., Scoles G.A., Mealey R.H., Silva J.C. // Int. J. Parasitol. 2018. Vol. 48. P. 679-690. https://doi.org/10.1016/j.ijpara.2018.03.010
Equine piroplasmosis: An insight into global exposure of equids from 1990 to 2019 by systematic review and meta-analysis / Onyiche T.E., Taioe M.O., Molefe N.I., Biu A.A., Luka J., Omeh I.J., Yokoyama N., Thekisoe O. // Parasitology. 2020. P. 1-45. https://doi.org/10.1017/S0031182020001407
Experimental transmission of Theileria uilenbergi infective for small ruminants by Haemaphysalis longicornis and Haemaphysalis qinghaiensis / Li Y., Luo J., Guan G., Ma M., Liu A., Liu J., Ren Q., Niu Q., Lu B., Gao J. // Parasitol. Res. 2009. Vol. 104. P. 1227-1231.
Extensive diversity of Rickettsiales bacteria in two species of ticks from China and the evolution of the Rickettsiales / Kang Y.J., Diao X.N., Zhao G.Y., Chen M.H., Xiong Y., Shi M., Fu W.M., GuoY.J., Pan B., Chen X.P., Holmes E.C., Gillespie J.J., Dumler S.J., Zhang Y.Z. // BMC Evol. Biol. 2014. Vol. 14. P.167. https://doi.org/10.1186/s12862-014-0167-2
First molecular evidence of Anaplasma ovis and Rickettsia spp. in keds (Diptera: Hippoboscidae) of sheep and wild ruminants / Hornok S. , de la Fuente J., Biró N., de Mera I.G.F., Meli M..L, Elek V., Gönczi E., Meili T., Tánczos B., Farkas R., Lutz H., Hofmann-Lehmann R. // Vector Borne Zoonotic Dis. 2011. Vol. 11(10). P. 1319-21. https://doi.org/10.1089/vbz.2011.0649
Friedhoff K.T. Tick-borne diseases of sheep and goats caused by Babesia, Theileria or Anaplasma spp. // Parassitologia. 1997. Vol. 39. P. 99-109.
Hematologic and Clinical Aspects of Experimental Ovine Anaplasmosis Caused by Anaplasma ovis in Iran / Yasini S., Khaki Z., Rahbari S., Kazemi B., SalarAmoli J., Gharabaghi A., Jalali S. // Iran J. Parasitol. 2012. Vol. 7(4). P. 91-98.
Irvin A.D., Morrison W.I. Immunopathology, immunology and immunoprophylaxis of Theileria infections // Souls E.J.L., editor. Immune responses in parasitic infections: immunology, immunopathology and immunoprophylaxis. CRC Press; Boca Raton, Florida: 1987.
Looking for prognosticators in ovine anaplasmosis: discriminant analysis of clinical and haematological parameters in lambs belonging to differently susceptible breeds experimentally infected with Anaplasmaovis / Ciani E., Alloggio I., Petazzi F., Pieragostini E. // Acta Vet. Scand. 2013. Vol. 55(1). P. 71. https://doi.org/10.1186/1751-0147-55-71
Molecular Epidemiological Survey and Genetic Characterization of Anaplasma Species in Mongolian Livestock / Ochirkhuu N., Konnai S., Odbileg R., Murata S., Ohashi K. // Vector Borne Zoonotic Dis. 2017. Vol. 17 (8). P. 539-549. https://doi.org/10.1089/vbz.2017.2111
Molecular evidence of Anaplasma phagocytophilum and Theileria equi coinfection in horses from Rio de Janeiro, Brazil / Santos T.M., Roier E.C.R., Pires M.S., Santos H.A., Vilela J.A.R., Peckle M., Paulino P.G., Baldani C.D., Massard C.L. // Vet. Anim. Sci. 2019. 00055. https://doi.org/10.1016/j.vas.2019.100055
Molecular investigation and phylogeny of Anaplasmataceae species infecting domestic animals and ticks in Corsica, France / Dahmani M., Davoust B., Tahir D., Raoult D., Fenollar F., Mediannikov O. // Parasites & Vectors. 2017. Vol. 10. P. 302. https://doi.org/10.1186/s13071-017-2233-2
Multiplex PCR for diagnosis of Theileria uilenbergi, Theileria luwenshuni, and Theileria ovis in small ruminants / Zhang X., Liu Z., Yang J., Chen Z., Guan G., Ren Q., Liu A., Luo J., Yin H., Li Y. // Parasitol. Res. 2014. Vol. 113 (2). P. 527-531. https://doi.org/10.1007/s00436-013-3684-9
Phylogeny of sheep and goat Theileria and Babesia parasites / Schnittger L., Yin H., Gubbels M.J., Beyer D., Niemann S., Jongejan F., Ahmed J.S. // Parasitol. Res. 2003. Vol. 91. pp. 398-406.
Rar V., Tkachev S. , Tikunova N. Genetic diversity of Anaplasma bacteria: Twenty years later // Infect. Genet. Evol. 2021. Vol. 91. 104833. https://doi.org/10.1016/j.meegid.2021.104833
Reorganization of genera in the familes Rickettsiaceae and Anaplasmataceae in the order Rickettsiales: Unification of some species of Ehrlichia with Anaplasma, Cowdria with Ehrlichia and Ehrlichia with Neorickettsia, descriptions of six new species combinations and designation of Ehrlichia equi and ‘HGE agent’ as subjective synonyms of Ehrlichia phagocytophila / Dumler J.S., Barbet A.F., Bekker C.P., Dasch G.A., Palmer G.H., Ray S.C., Rikihisa Y., Rurangirwaet F.R. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2001. Vol. 51. P. 2145-2165. https://doi.org/10.1099/00207713-51-6-2145
Review on Equine Piroplasmosis: Epidemiology, Vector Ecology, Risk Factors, Host Immunity, Diagnosis and Control / Onyiche T.E., Suganuma K., Igarashi I., Yokoyama N., Xuan X., Thekisoe O.A. // Int. J. Environ. Res. Public Health. 2019. Vol. 16. P. 1736. https://doi.org/10.3390/ijerph16101736
Rjeibi M.R., Darghouth M.A., Gharbi M. Prevalence of Theileria and Babesia species in Tunisian sheep // J. Vet. Res. 2016. Vol. 83(1). https://doi.org/10.4102/ojvr.v83i1.1040
Seroprevalence of equine granulocytic anaplasmosis and lyme borreliosis in Canada as determined by a point-of-care enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) / Schvartz G., Epp T., Burgess H.J., Chilton N.B., Pearl D.L., Lohmann K.L. // Can Vet J. 2015. Vol. 56(6). P. 575–580.
The natural history of Anaplasma marginale / Kocan K.M., de la Fuente J., Blouin E.F., Coetzee J.F., Ewing S.A. // Vet. Parasitol. 2010. Vol. 10. 167(2-4). P. 95-107. https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2009.09.012
Twenty Years of Equine Piroplasmosis Research: Global Distribution, Molecular Diagnosis, and Phylogeny / Tirosh-Levy S., Gottlieb Y., Fry L.M., Knowles D.P., Steinman A. // Pathogens. 2020. Vol. 9. P. 926. https://doi.org/10.3390/pathogens9110926
Uilenberg G. Theileria infections other than East Coast fever // Diseases of cattle in the tropics. (Eds. M. Ristic, I. McIntyre). 1981. Martinus Nijhoff. The Hague. P. 411-427.
References
Fedulina O.O., Suncova O.V., Rar V.A., Mel’cov I.V., Kozlova I.V., Lisak O.V., CHekushkina V.V. Byulleten’ VSNC SO RAMN [Acta biomedica scientifica (East Siberian Biomedical Journal], 2014, no. 6 (100), pp. 101-104.
Samojlovskaya N.A., Uspenskij A.V., Novosad E.V., Gulyukin E.A., Malysheva N.S., Burenok A.S., Orlova I.I., Belousova I.N. Rossijskij parazitologicheskij zhurnal [Russian Journal of Parasitology], 2015, no. 3, pp. 37-44.
Gulyukin M.I., Zablockij V.T., Belimenko V.V. Rossijskij veterinarnyj zhurnal. Sel’skohozyajstvennye zhivotnye [Russian veterinary journal. Farm animals], 2013, no. 4, pp. 32-34.
Rar V.A., Marchenko V.A., Efremova E.A., Suncova O.V., Lisak O.V., Tikunov A.YU., Mel’cov I.V., Tikunova N.V. Vavilovskij zhurnal genetiki i selekcii [Vavilov Journal of Genetics and Breeding], 2018, vol. 22, no. 2, pp. 224-229.
Rar V.A., Epihina T.I., Efremova E.A., Marchenko V.A., Suncova O.V., Lisak O.V., Doroshenko E.K., Zubareva I.M., Tikunov A.YU., Tikunova N.V. Byulleten’ VSNC SO RAMN [Acta biomedica scientifica (East Siberian Biomedical Journal], 2015, vol. 5 (105), pp. 83-87.
Suncova O.V., Rar V.A., Lisak O.V., Mel’cov I.V., Doroshchenko E.K., Savinova YU.S., Tikunov A.YU., Kozlova I.V. Byulleten’ VSNC SO RAMN [Acta biomedica scientifica (East Siberian Biomedical Journal], 2021, vol. 6 (1), pp. 60-68.
Aktas M., Özübek S. Anaplasma ovis genetic diversity detected by major surface protein 1a and its prevalence in small ruminants. Vet. Microbiol., 2018, vol. 217, pp. 13-17. https://doi.org/10.1016/j.vetmic.2018.02.026
Anaplasma phagocytophilum uses common strategies for infection of ticks and vertebrate hosts /de la Fuente J., Estrada-Peña A., Cabezas-Cruz A., Kocan K.M. Trends Microbiol., 2016, vol. 24, pp. 173-180. https://doi.org/10.1016/j.tim.2015.12.001
A review on the ecoepidemiology and clinical management of human granulocytic anaplasmosis and its agent in Europe / Matei I.A., Estrada-Peña A., Cutler S.J., Vayssier-Taussat M., Varela-Castro L., Potkonjak A., Zeller H., Mihalca A.D. Parasites &Vectors, 2019, vol. 12, p. 599.
At least two genetically distinct large Babesia species infective to sheep and goats in China / Liu A.H., Yin H., Guan G.Q., Schnittger L., Liu Z.J., Ma M.L., Dang Z.S., Liu J.L., Ren Q.Y., Bai Q., Ahmed J.S., Luo J.X. Vet. Parasitol., 2007, vol. 20, 147(3-4), pp. 246-51. https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2007.03.032
Aubry P., Geale D.W. A review of bovine anaplasmosis. Transbound Emerg. Dis., 2011, vol. 58(1), pp. 1-30. https://doi.org/10.1111/j.1865-1682.2010.01173.x
Babesia ovis as the main causative agent of sheep Babesiosis in Iran / Ranjbar-Bahadori S., Eckert B., Omidian Z., Sadr Shirazi N., Shayan P. Parasitol Res., 2012, vol. 110, pp. 1531-1536. https://doi.org/10.1007/s00436-011-2658-z
Discovery of a novel species, Theileria haneyi n.sp., infective to equids, highlights exceptional genomic diversity within the genus Theileria: Implications for apicomplexan parasite surveillance / Knowles D.P., Kappmeyer L.S., Haney D., Herndon D.R., Fry L.M., Munro J.B., Sears K., Ueti M.W., Wise L.N., Silva M., Schneider D.A., Grause J., White S.N., Tretina K., Bishop R.P., Odongo D.O., Pelzel-McCluskey A.M., Scoles G.A., Mealey R.H., Silva J.C. Int. J. Parasitol., 2018, vol. 48, pp. 679-690. https://doi.org/10.1016/j.ijpara.2018.03.010
Equine piroplasmosis: An insight into global exposure of equids from 1990 to 2019 by systematic review and meta-analysis / Onyiche T.E., Taioe M.O., Molefe N.I., Biu A.A., Luka J., Omeh I.J., Yokoyama N., Thekisoe O. Parasitology, 2020, pp. 1-45. https://doi.org/10.1017/S0031182020001407
Experimental transmission of Theileria uilenbergi infective for small ruminants by Haemaphysalis longicornis and Haemaphysalis qinghaiensis / Li Y., Luo J., Guan G., Ma M., Liu A., Liu J., Ren Q., Niu Q., Lu B., Gao J. Parasitol. Res., 2009, vol. 104, pp. 1227-1231.
Extensive diversity of Rickettsiales bacteria in two species of ticks from China and the evolution of the Rickettsiales / Kang Y.J., Diao X.N., Zhao G.Y., Chen M.H., Xiong Y., Shi M., Fu W.M., GuoY.J., Pan B., Chen X.P., Holmes E.C., Gillespie J.J., Dumler S.J., Zhang Y.Z. BMC Evol. Biol., 2014, vol. 14, p. 167. https://doi.org/10.1186/s12862-014-0167-2
First molecular evidence of Anaplasma ovis and Rickettsia spp. in keds (Diptera: Hippoboscidae) of sheep and wild ruminants / Hornok S. , de la Fuente J., Biró N., de Mera I.G.F., Meli M..L, Elek V., Gönczi E., Meili T., Tánczos B., Farkas R., Lutz H., Hofmann-Lehmann R. Vector Borne Zoonotic Dis., 2011, vol. 11(10), pp. 1319-21. https://doi.org/10.1089/vbz.2011.0649
Friedhoff K.T. Tick-borne diseases of sheep and goats caused by Babesia, Theileria or Anaplasma spp. Parassitologia, 1997, vol. 39, pp. 99-109.
Hematologic and Clinical Aspects of Experimental Ovine Anaplasmosis Caused by Anaplasma ovis in Iran / Yasini S., Khaki Z., Rahbari S., Kazemi B., SalarAmoli J., Gharabaghi A., Jalali S. Iran J. Parasitol., 2012, vol. 7(4), pp. 91-98.
Irvin A.D., Morrison W.I. Immunopathology, immunology and immunoprophylaxis of Theileria infections / Souls E.J.L., editor. Immune responses in parasitic infections: immunology, immunopathology and immunoprophylaxis. CRC Press; Boca Raton, Florida: 1987.
Molecular evidence of Anaplasma phagocytophilum and Theileria equi coinfection in horses from Rio de Janeiro, Brazil / Santos T.M., Roier E.C.R., Pires M.S., Santos H.A., Vilela J.A.R., Peckle M., Paulino P.G., Baldani C.D., Massard C.L. Vet. Anim. Sci., 2019, 00055. https://doi.org/10.1016/j.vas.2019.100055
Molecular investigation and phylogeny of Anaplasmataceae species infecting domestic animals and ticks in Corsica, France / Dahmani M., Davoust B., Tahir D., Raoult D., Fenollar F., Mediannikov O. Parasites & Vectors, 2017, vol. 10, pp. 302 https://doi.org/10.1186/s13071-017-2233-2
Multiplex PCR for diagnosis of Theileria uilenbergi, Theileria luwenshuni, and Theileria ovis in small ruminants / Zhang X., Liu Z., Yang J., Chen Z., Guan G., Ren Q., Liu A., Luo J., Yin H., Li Y. Parasitol. Res., 2014, vol. 113 (2), pp. 527-531. https://doi.org/10.1007/s00436-013-3684-9
Looking for prognosticators in ovine anaplasmosis: discriminant analysis of clinical and haematological parameters in lambs belonging to differently susceptible breeds experimentally infected with Anaplasmaovis / Ciani E., Alloggio I., Petazzi F., Pieragostini E. Acta Vet. Scand., 2013, vol. 55(1), pp. 71. https://doi.org/10.1186/1751-0147-55-71
Molecular Epidemiological Survey and Genetic Characterization of Anaplasma Species in Mongolian Livestock / Ochirkhuu N., Konnai S., Odbileg R., Murata S., Ohashi K. Vector Borne Zoonotic Dis., 2017, vol. 17 (8), pp. 539-549. https://doi.org/10.1089/vbz.2017.2111
Phylogeny of sheep and goat Theileria and Babesia parasites / Schnittger L., Yin H., Gubbels M.J., Beyer D., Niemann S., Jongejan F., Ahmed J.S. Parasitol. Res., 2003, vol. 91, pp. 398-406.
Rar V., Tkachev S. , Tikunova N. Genetic diversity of Anaplasma bacteria: Twenty years later. Infect. Genet. Evol., 2021, vol. 91, 104833. https://doi.org/10.1016/j.meegid.2021.104833
Reorganization of genera in the familes Rickettsiaceae and Anaplasmataceae in the order Rickettsiales: Unification of some species of Ehrlichia with Anaplasma, Cowdria with Ehrlichia and Ehrlichia with Neorickettsia, descriptions of six new species combinations and designation of Ehrlichia equi and ‘HGE agent’ as subjective synonyms of Ehrlichia phagocytophila / Dumler J.S., Barbet A.F., Bekker C.P., Dasch G.A., Palmer G.H., Ray S.C., Rikihisa Y., Rurangirwaet F.R. Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2001, vol. 51, pp. 2145-2165. https://doi.org/10.1099/00207713-51-6-2145
Review on Equine Piroplasmosis: Epidemiology, Vector Ecology, Risk Factors, Host Immunity, Diagnosis and Control / Onyiche T.E., Suganuma K., Igarashi I., Yokoyama N., Xuan X., Thekisoe O.A. Int. J. Environ. Res. Public Health, 2019, vol. 16, pp. 1736. https://doi.org/10.3390/ijerph16101736
Rjeibi M.R., Darghouth M.A., Gharbi M. Prevalence of Theileria and Babesia species in Tunisian sheep. J. Vet. Res., 2016, vol. 83(1). https://doi.org/10.4102/ojvr.v83i1.1040
Seroprevalence of equine granulocytic anaplasmosis and lyme borreliosis in Canada as determined by a point-of-care enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) / Schvartz G., Epp T., Burgess H.J., Chilton N.B., Pearl D.L., Lohmann K.L. Can Vet J., 2015, vol. 56(6), pp. 575–580.
The natural history of Anaplasma marginale / Kocan K.M., de la Fuente J., Blouin E.F., Coetzee J.F., Ewing S.A. Vet. Parasitol., 2010, vol. 10. 167(2-4), pp. 95-107. https://doi.org/10.1016/j.vetpar.2009.09.012
Twenty Years of Equine Piroplasmosis Research: Global Distribution, Molecular Diagnosis, and Phylogeny / Tirosh-Levy S., Gottlieb Y., Fry L.M., Knowles D.P., Steinman A. Pathogens., 2020, vol. 9, p. 926. https://doi.org/10.3390/pathogens9110926
Uilenberg G. Theileria infections other than East Coast fever // Diseases of cattle in the tropics. (Eds. M. Ristic, I. McIntyre). 1981. Martinus Nijhoff. The Hague, pp. 411-427.
Просмотров аннотации: 85 Загрузок PDF: 61
Copyright (c) 2023 Olga V. Suntsova, Vera A. Rar, Oksana V. Lisak, Ivan V. Meltsov, Elena K. Doroshchenko, Yulia S. Savinova, Artyom Yu. Tikunov, Irina V. Kozlova
Это произведение доступно по лицензии Creative Commons «Attribution-NonCommercial-NoDerivatives» («Атрибуция — Некоммерческое использование — Без производных произведений») 4.0 Всемирная.
